CD8 + T淋巴细胞调节TH2病理逃生新生儿耐受性

Brigitte. Adams.; Nathalie. Nagy.; Frédéric.Paulart.; 玛丽线 Vanderhaeghen; 米歇尔 Goldman.; véroniqueflamand.

doi:10.4049 / Jimmunol.171.10.5071

抽象的

新生儿注射液体细胞诱导的移植耐受性在几种菌株组合中与由施主特异性CD4的分化引起的病理综合征⁺T淋巴细胞。我们调查了主持人CD8的作用⁺T细胞在该TH2病理学的调节中。 IgE血清水平和嗜酸性粒细胞在新生儿（A / J×BALB / C）F中的BALB / C小鼠中显着增加₁CD8时脾细胞⁺通过施用抗CD8 mAb或β耗尽T细胞₂-microglobulin缺陷小鼠用作受体。平行，在耐受CD8的血液中测量血清IL-5和IL-13的血清水平增加⁺T细胞缺陷小鼠。然而，当新生儿注射的小鼠无法产生抗体细胞毒性效应，它们的CD8⁺T细胞与对照CD8有效⁺降低Th2病理的严重程度以及在体内转移后体外恢复患者的恢复供体特异性细胞毒性的细胞₂-microglobulin缺乏小鼠。同样，CD8⁺来自对照和耐受性小鼠的T细胞同样下调了通过供体特异性CD4的Th2细胞因子的产生⁺T细胞体外。 CD8的监管活动⁺T细胞依赖于IFN-γ的分泌，用于控制IL-5的生产，但不适用于IL-4或IL-13。最后，我们发现CD8⁺来自3日龄小鼠的T细胞已经能够通过CD4降低IL-4，IL-5和IL-13生产⁺T细胞。我们得出结论，监管CD8⁺控制Th2反应的T细胞在早期生命中具有功能性，并逃逸新生儿耐受性。

Billingham及其同事的先驱实验（1, 2, 3）确定跨MHC I类和II类屏障的移植耐受性可以通过新生素接种血液合酶脾细胞来诱导。虽然静形克隆克隆克隆缺失的供体特异性T细胞是几年的数年作为新生儿耐受的主要机制（4）后续研究确定了CD4⁺ 识别供体MHC II类AGS的T细胞实际上分化为耐受性小鼠的TH2细胞（5, 6, 7）。该响应的结果是显免疫病理学综合征的发展，包括IgE过量生产和低渗粒细胞症（8, 9, 10 ）。

至于捐赠者特定的CD8⁺ 涉及T细胞，新生儿耐受小鼠不能产生效应细胞毒性T细胞活性的能力很好（3, 11, 12, 13, 14）但其他CD8的可能持久性⁺ 耐受小鼠的T细胞功能较少。事实上，最近由Coudert等人进行的研究。（9）证明了新生儿注射BALB / C小鼠的病理学与（C57BL / 6×BALB / C）F引发₁ 当供体和受体均为β时，脾细胞显着提高₂-microglobulin（β2m）³ deficient (9），建议MHC级I-CD8⁺ T细胞相互作用控制TH2响应的幅度。在此，我们首先观察到（A / J×BALB / C）f₁ 脾细胞接种到Balb / C新生儿中，CD8⁺ 接受者的T细胞缺乏足以增强TH2病理学。因此，选择该模型来研究CD8的影响 ⁺ T细胞在出生时诱导的Th2型病理学。我们证明了监管CD8⁺ 控制Th2响应的T细胞已经在新生儿和逃避公差诱导中具有功能。

材料和方法

老鼠

BALB / C（H-2^d），A / J（H-2^k）和C57BL / 6（H-2^b）从Harlan CPB（宙斯特，荷兰）购买，以及（A / J×BALB / C）f₁ 混合动力车被安置并养成了Erasme医院的动物设施（布鲁塞尔，比利时）。 BALB / Cβ₂-microglobulin缺陷小鼠（β2m^{- / -}）由J.-C博士提供善助。 Guéry（Institut National de laSantéetde la RechercheMédicale，法国图卢兹）。 BALB / C IFN-γ缺陷小鼠（IFN-γ^{- / -}）从P. Matthijs博士（雷文大学，Leuven，Belgium）慷慨地获得。

在体内治疗中

通过注射到10的复古轨道静脉中在Balb / C小鼠中诱导新生儿耐受性⁷ (A/J × BALB/c)F₁ 杂交脾细胞在生命的前24小时内。

对于需要CD8的实验⁺ 体内T细胞耗尽，用大鼠IgG2A mAb的腹水制备注射受体，对小鼠CD8（克隆H35-17.2）注射。腹水中的AB浓度由大鼠Ig同种型ELISA（LO-IMEX; LOUVAIN大学，布鲁塞尔，比利时）。新生儿接受了I.P.每周第1天或第1天（第5天），第5天和第12天和第12天和第500μg的第1天或2天，第5天和第12天和500μg注射50μgH35-17.2 mAb。 CD8的消耗⁺ 在牺牲日，通过流动免疫细测定法测定T细胞在淋巴结（LN）细胞上。治疗的动物总是含有<1.0% CD8⁺ T cells.

对于新生儿CD8.⁺ T细胞转移实验，CD8⁺ 根据制造商的说明，使用具有MACS系统（Miltenyi Biotec，巴黎Miltenyi Biotec，Paris）的抗CD8 mAb偶联的磁珠，从池合金的LN阳性选择。纯度>通过流式细胞术分析常规评估93％。简而言之，1×10⁶ CD8⁺ 注射T细胞I.v.和f一起₁ 脾细胞进入β2m^{- / -} Balb / c新生儿。通过使用FitC缀合的抗体MHC II mAb进行双染料，通过流式细胞仪评估LN中的B细胞斜切性（抗I-A.^k）生物素化的抗CD45R / B220 mAb加上体育抗抗杀虫蛋白（BD Pharmingen，San Diego，CA）。

混合淋巴细胞培养

MLC以完整的RPMI 1640培养基（Biowhittaker，Petit-Rechain，比利时）制备，补充有20mM Hepes，2mM谷氨酰胺，1mM非氨基酸，5％热灭活的FC和10⁻⁵ M 2-ME.

细胞（2.5×10⁶/孔）来自4-WK旧BALB / C小鼠的腋窝，臂，腹股沟和肠系膜LN，用辐照（2000 rad）同胞般的BALB / C，同种异体A / J或第三方C57BL / 6脾细胞刺激（2.5×10⁶/嗯）在48孔平底板（Greiner Labotechnik，Frickhausen，Germany）中的1毫升培养基中。对于测试同种发现，20μg/ ml纯化的抗H-2K进行实验^kmab（AF3-12.1; BD PharMingen) was added to MLC at a ratio 1:1 of CD4⁺ 精神 CD8⁺ T细胞。将培养物保持在37°C的5％CO中₂ 72小时后收获气氛和上清液，并分析细胞因子（见下文）。

CD4⁺ or CD8⁺ 用来自4-WK旧野生型或IFN-γ的LN细胞实现T细胞纯化^{- / -} 第一次通过尼龙羊毛柱的Balb / c小鼠;通过补蛋白介导的裂解进一步纯化非抗晶级分（如前所述）（15 ）。

在使用新生儿纯化的CD8的实验中⁺ 从≤3天老鼠收集T细胞，总量LN和脾脏并合并。 CD8.⁺ 用抗CD8 mAb偶联的磁珠MACS系统（Miltenyi Biotec）纯化T细胞。通过免疫荧光测定法评估分离的细胞悬浮液的纯度（>90%).

对于IFN-γ中和，IgG2A大鼠抗小鼠IFN-γmAb（克隆37895.11; R&D Systems，在25μg/ ml的培养物中加入牛津。用于对照培养物中使用纯化的小鼠IgG（Sigma-Aldrich，St.Louis，Mo）。

CTL测定

在MLC中产生效应细胞。五10⁶ 用辐照（2000 rad）同种异体脾细胞（5×10）培养LN细胞/孔⁶/嗯）在24孔平底板中为5天。通过孵育1×10来制备靶细胞⁶ 使用β2M的CTL测定具有30μg/ mL LPS（Serotype 0111：B4，Sigma-Aldrich）的脾细胞^{- / -} BALB / C的效应和4μg/ ml CON A（SIGMA-ALDROCH）用于CTL测定使用2mL完整培养基中的野生型BALB / C效应器3天，用5μCI脉冲过夜[³H]胸腺蛋白（ICN药品，Asse-Relegem，比利时）。收获效应细胞并在含有5×10的96孔圆底板中的各种E：T比率镀³ 放射性标记的靶细胞4小时，然后通过顶部计数闪烁计数器测量残留的放射性。根据公式计算特定裂解的百分比：特异性裂解百分比=（自发CPM计数 - 总裂解CPM计数）/（自发CPM计数 - 实验CPM计数）×100。

细胞因子和IgE水平的剂量

通过ELISA使用可用的ELISA试剂盒评估上清液中IFN-γ，IL-4，IL-5和IL-13的浓度（Duoset; R&D Systems）对于IFN-γ，IL-4和IL-13和IIA SET（BD Pharmingen）的IL-5。使用OIA SET（BD Pharmingen）对IL-5和Quantikine M免疫测定评估血清IL-5和IL-13水平（R&D Systems）对于IL-13。测定中检测的下限为15 pg / ml。

IgE血清水平通过纯化的大鼠IgG1κmab针对针对小鼠Ig（克隆Lo-Me-3，Lou-Imex的克隆; Louvain大学）作为捕获MAB和纯化的生物素化大鼠IgG2aκ抗εh小鼠IG链（克隆LO-ME-2）加上过氧化物酶偶联的抗生物素蛋白作为检测。使用用纯化的小鼠IgEκ（克隆C38-2; BD Pharmingen）产生的标准曲线从四个滴定点中量化血清IgE浓度。

组织学

组织学在LN和脾脏上进行。组织切片用H染色&E在10％中性福尔马林溶液和石蜡嵌入中固定后。通过计算至少九个不同的高功率场中存在的嗜酸性粒细胞的数量来定量组织嗜酸性粒细胞菌素（0.0025mm²）穿过器官。用氰化物抗性嗜酸性硫醇过氧化物酶活性的染色证实了结果（16）。通过病理学家不知道实验组进行组织学分析。

统计数据

组比较使用双尾非参数Mann-Whitney制作 U test.

结果

CD8⁺ T细胞缺乏增强了新生儿注射半丙烯细胞诱导的病理学

新生儿接种序列细胞诱导的病理学包括淋巴增生，血清超IgE和嗜酸性粒细胞，后一种变化与IL-4和IL-5的过度生产直接相关（8, 9, 10, 17, 18）。监测这些参数以确定CD8的影响⁺ 通过注射（A / J×BALB / C）F的BALB / C新生儿中综合征综合征严重程度的T细胞缺乏₁ 脾细胞。如表I所示⇓ 精神 Fig. 1⇓，CD8耗尽的小鼠中LN中的脾脏扩大，血清HygE-IgE和嗜酸性粒细胞数显着增加⁺ 通过注射抗CD8 mAb的T细胞。在BALB /Cβ2M中进行了类似的结果^{- / -} mice in which CD8⁺ 通过胸腺中的MHC类表达缺乏缺乏MHC级别（表I⇓ 精神 Fig. 1⇓）。 CD8中的增强病理学⁺ 与新大学免疫野生型小鼠相比，T细胞缺陷小鼠与IL-5和IL-13的血清水平增加有关（图2⇓）。随着刺激器的响应者和供体型脾脏细胞的LN细胞与NEN-5的患者和供体型脾细胞进行MLR，表明通过CD8的供体特异性T细胞增强了IL-5的产生和IFN-γ的产生降低 ⁺ T细胞耗尽或β2m^{- / -} 与野生型小鼠相比，小鼠（表II⇓）。这些数据携带，这些数据表明，新生儿注射小鼠的Th2细胞活性由CD8控制⁺ T cells.

FIGURE 1.

新生儿注射半丙烯脾细胞后嗜酸性粒细胞浸润。嗜酸性粒细胞定量使用耐脾脏组织切片上染色氰化物抗性嗜酸性氧化性酶活性（原始放大倍数， ×100). Uninjected 4-wk-old BALB/c showed intact white pulp and red pulp and no eosinophil infiltration (A）。注射F.₁ Balb / c小鼠中的脾细胞诱导红浆的嗜酸性粒细胞浸润，适度的器官尺寸的增大和结构改变（B）。在新生儿注射CD8中观察到病理特征的显着提高⁺ T细胞缺陷小鼠（D 精神 F）。我们观察到抗CD8 mAb耗尽的小鼠中的主要和弥漫性嗜酸性粒细胞浸润和器官建筑的总破坏（D）以及虽然在较小程度上，在β2M中^{- / -}老鼠（F ）。 C 精神 E，对照抗控制抗CD8 mAb处理的BALB / C小鼠和未注射β2M的脾脏^{- / -}老鼠。 An impressive regression of the splenic eosinophilic infiltration was observed when CD8⁺ 来自控制的T细胞（G）或新生儿免疫（H）小鼠与f串联₁ β2M出生时的细胞^{- / -}老鼠。

FIGURE 2.

在新生儿注射小鼠中的IL-5和IL-13的血清水平。将四周缩小的小鼠进行了血液，ELISA检测到血清IL-5和IL-13细胞因子水平。来自野生型和野生型的未注塑的群体β2m^{- / -}老鼠（□) are compared with neonatally F₁ 细胞注入的基团（▪）。纯化CD8转移的影响⁺ 来自控制（CTL）或F的T细胞₁ β2M中的细胞注射小鼠^{- / -} 新生儿以及f₁ 将脾细胞与新生注射的基团进行比较。 **， p <与f相比，0.002₁ cell-injected β2m^{- / -}团体。∗, p <与野生型注射组相比0.05。结果代表两个单独的实验;每个实验组至少由八只小鼠组成。 Sc，脾细胞。

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表I.

CD8⁺ T细胞缺乏加剧新生儿注射半衰期脾细胞后的Th2病理学

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表二。

MLR中细胞因子生产

CD8⁺ 来自耐受性小鼠的T细胞调节CD4⁺ T细胞介导的细胞毒性和通过IFN-γ依赖性和依赖性途径的产生Th2细胞因子

在调查CD8的监管活动之前⁺ BALB / C小鼠的T细胞新生地接种（A / J×BALB / C）f₁ 脾细胞，通过评估对供体型（A / J）或第三方（C57BL / 6）靶标的总LN T细胞的CTL活性，首先验证了这些小鼠的耐受性状态。同意以前的几项研究（4, 12, 19, 20），新生儿注射的小鼠确实无法产生抗供体CTL对助力型细胞，同时它们开发出正常的抗第三方CTL活动（数据未显示）。然后科特拉斯传递CD8⁺ 来自对照或新生儿野生型BALB / C小鼠的T细胞以及（A / J×BALB / C）F.₁ spleen cells in β2m^{- / -} 新生儿小鼠。注射CD8⁺ 来自对照或耐受小鼠的T细胞显着降低了IL-5和IL-13的过度生产（图2⇑）以及Th2病理的严重程度（表I⇑）。此外，在LPS爆炸上评估的供体特异性细胞毒性，以便于检测CD4⁺ T细胞介导的细胞毒性，在β2M中完全恢复^{- / -} mice when CD8⁺ 来自任何对照或耐受小鼠的T细胞用F分配₁ spleen cells (Fig. 3⇓）。捐赠者B-220的百分比⁺/ i-a^{K +} 在2-WK旧BALB /Cβ2M上评估B细胞^{- / -} 新生儿注射后的受体Ln。它透露，BALB / C CD8的投币⁺ 具有（A / J×BALB / C）F的T细胞₁ 脾细胞未改变微观程度（F中0.87±0.11％）₁ 注入β2m的脾细胞^{- / -}老鼠（n = 5）共注入BALB / C CD8中的0.79±0.15％⁺ T细胞 and F₁ spleens cell β2m^{- / -}老鼠（n = 8)).

FIGURE 3.

在新生儿注射的供体特异性细胞毒性活性β2m^{- / -}老鼠。 Anti-A/J or anti-C57BL/6 CTL activity was generated in a 5-day MLC using total LN cells from 4-wk-old uninjected (○）或新生儿注射β2m^{- / -}小鼠（A / J.× BALB/c)F₁ 单独脾细胞（▿）或与CD8共同辅助⁺ T细胞 isolated from either control (□) or tolerant (⋄）Balb / c小鼠。每个实验组中至少有五个单个小鼠的结果表示为百分比（平均值±不同E：T比例的特定裂解的SEM。结果代表了两个独立实验。

进一步调查CD8的调节Th2响应⁺ T细胞，我们添加了BALB / C CD8的分级数⁺ T细胞到CD4之间准备的MLC⁺ 来自耐受性Balb / c小鼠和供体类型A / J刺激器的T细胞。如图4所示⇓, CD8⁺ 来自新生儿注射小鼠的T细胞抑制了CD4的IL-4，IL-5和IL-13的产生⁺ T细胞以剂量依赖性方式，与控制CD8一样有效⁺ 这样做的t细胞。该系统中的抑制活动由受体CD8生成⁺ 当供体类型（A / J×BALB / C）F时未观察到供体丙二茎的T细胞₁ CD8⁺ 将T细胞加入MLC（数据未显示）中。这是通过观察到抑制该系统的IL-4生产的抑制在抗H-2K时从82％降至38％^k 将MAB加入到MLC中。由于发现IFN-γ通过CD8介导抑制TH2响应⁺ 其他系统中的T细胞（15, 21, 22, 23），我们用CD8重复这个MLC⁺ 来自IFN-γ缺陷小鼠的T细胞。如图4所示⇓A，IFN-γ缺陷CD8⁺ T细胞缺乏抑制IL-5合成但仍然能够调节IL-4和IL-13的能力。我们证明IFN-γ也有助于CD8的监管活动⁺ 从耐受小鼠的T细胞作为IFN-γ中和用抗IFN-γmAb消除了CD8的能力⁺ 来自新生儿的小鼠的T细胞通过聚体CD4向下调节IL-5合成⁺ T细胞体外（图4⇓B）。这使我们通过纯化的CD8评估IFN-γ的生产 ⁺ MLC中的T细胞。虽然净化了CD8.⁺ 来自新安常注射小鼠的T细胞产生的IFN-γ的较低水平，响应于升值刺激而不是对照CD8⁺ T细胞在大多数实验中，它们被供体血糖蛋白清楚地刺激，以产生这种细胞因子（表III⇓ ）。

FIGURE 4.

CD8⁺ 来自新生儿注射小鼠的T细胞调节体外的Th2细胞因子产生。 A，越来越多的控制野生型BALB / C CD8的数量（NB）⁺ T细胞 (•), CD8⁺ 来自新生型野生型Balb / c小鼠（○）或CD8的T细胞⁺ 来自未注射的IFN-γ的T细胞^{- / -}Balb / c小鼠（▵) were added to purified BALB/c CD4⁺ 在含有同种异体A / J辐照脾细胞的MLC中的T细胞。 72小时培养后测量IL-4，IL-5和IL-13。 B, Anti-IFN-γ mAb (▴）或同种型对照MAB（▵) were added to a MLC containing purified CD4⁺ 精神 CD8⁺ 来自新生儿注射BALB / C小鼠的T细胞。在72小时培养后，ELISA确定IL-5水平。结果代表了两个独立实验。

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表III。

通过聚致反应CD8生产IFN-γ⁺ 耐受性小鼠的T细胞

监管CD8⁺ T细胞在早期生命中具有功能性

我们确定了CD8的监管职能⁺ 在新生儿期间确实施加了T细胞。为此目的，我们首先分析了CD8的影响⁺ 通过耐受成人CD4从3天龄小鼠中纯化的3天细胞因子的T细胞⁺ T细胞体外。如图5所示⇓，新生儿CD8⁺ 当添加到MLC时，T细胞完全能够下调IL-4，IL-5和IL-13的产生。有趣的是，CD8⁺ 来自小鼠的T细胞注入的小鼠与f₁ 细胞显得比该测定中的幼稚小鼠的小鼠更有效，这表明它们可以在体内映射。根据其对IL-5合成的抑制作用，我们发现纯化的CD8⁺ 来自新生儿小鼠的T细胞能够在刺激时分泌IFN-γ（表IV⇓）尽管产生的IFN-γ的水平约为成人CD8时测量的水平的三分之一⁺ 将T细胞用作响应者（数据未显示）。

FIGURE 5.

CD8⁺ 来自新生儿小鼠的T细胞能够调节Th2细胞因子的产生。纯化CD8的数量增加（NB） ⁺ 来自3天旧BALB / C未注塑的T细胞（•）或f₁ 用纯化的CD4培养细胞新生注射（○）小鼠⁺ 来自4-WK旧的新生儿的BALB / C小鼠的T细胞并辐照A / J同种异体脾细胞。通过ELISA在72小时后通过ELISA测量细胞因子的生产。结果代表了两个独立实验。

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表IV。

通过聚合性新生儿CD8生产IFN-γ⁺ T cells

讨论

它已在CD8的几种实验模型中成立了很好的建立⁺ T细胞抑制成人动物中的Th2反应（15, 21, 22, 23, 24, 25, 26, 27, 28, 29, 30）。 CD4之间的直接相互作用⁺ T细胞 and CD8⁺ T细胞和涉及CD8修改APC的间接机制⁺ 显示涉及T细胞。的确，CD8⁺ 识别在非分类MHC类IB QA1分子下调CD4的下调TH2活性的情况下识别源自TCRVβ区域的肽⁺ T细胞表达相应的TCR（22）。最近，小鼠CD8⁺ 发现T细胞诱导树突细胞的IL-12合成，导致CD4的IFN-γ的产生⁺ T细胞，从而抑制IL-4和IgE合成（23）。 CD8之间的类似相互作用⁺ 还在体外使用人体细胞来证明T细胞和树突细胞（31）。在后一种模式中，CD8的参与⁺ 建立了T细胞衍生的IFN-γ。这与在CD8的两种不同的鼠模型中的观察结果形成鲜明对比⁺ T细胞 from IFN-γ^{- / -} 小鼠在体内有效地下调TH2反应（23, 24），表明它们通过制备其他Th1-偏振片，例如CCR5配体，如巨噬细胞炎症蛋白1α或巨噬细胞炎症蛋白1β（32）或通过杀死CD4⁺ T细胞或APC。在此，我们发现CD8⁺ 来自新生注射的小鼠的T细胞不产生抗阳毒性细胞毒性与对照CD8有效⁺ 在控制Th2反应中的T细胞，并且IL-5的调节但不是IL-4或IL-13所需的CD8产生IFN-γ⁺ T细胞。一个人可以推测当CD8时⁺ T细胞不通过细胞毒性操作，抑制IL-5合成涉及与CD4的直接IFN-γ介导的相互作用⁺ T细胞。然后抑制IL-4和IL-13的产生将取决于树突细胞的IL-12合成的诱导，先前显示的现象不需要通过CD8生产IFN-γ的现象⁺ T细胞 (23 ）。

并行，我们发现CD8的转移⁺ T细胞在新生儿注射小鼠中恢复了施主特异性细胞毒性活性。在体外测定中使用LPS爆炸作为靶标观察到这一点，以允许检测CD4 ⁺ T细胞细胞毒性活性在体外。尽管这些细胞毒性活动尽管有这些细胞毒性活动表明，但陷阱的事实表明它们不会在CD8的vivo中运作⁺ T细胞介导的细胞毒性将有效排斥F.₁ cells.

我们观察CD8⁺ 来自新生儿耐受小鼠的T细胞能够抑制对供体血糖蛋白的反应与先前的报告一致，证明抗助剂CD8⁺ 在移植耐受性的新生儿诱导后持续但被CD4抑制⁺ 具有监管性质的T细胞（33）。因为我们发现反捐赠者CD4⁺ TH2活动本身被CD8抑制⁺ T细胞，人们可以结束CD4⁺ 精神 CD8⁺ 对供体血管蛋白的T细胞反应确实是在同种异体小鼠中进行交互。 CD4.⁺ T细胞似乎使这种串扰占据主导地位，因为新生儿耐受野生型小鼠最终发育了在β2M中扩增的所有特异性TH2响应^{- / -}老鼠。

本研究过程中提出的一个重要发现是CD8的示范⁺ 能够降低调节Th2响应的T细胞在出生时已经是功能性的。实际上，CD4是很好的建立⁺ 早期生命中诱导的T细胞应答是偏置（34, 35, 36），特别是当考虑二次反应时（37）。以前显示了几个因素，以促进该偏差，包括新生儿CD4的内在财产⁺ T细胞产生高水平的IL-4及其不足的CD40配体上调（CD154）以及APC缺陷（5, 34, 38, 39, 40, 41, 42）。它以前表明CD4的Th2偏差⁺ 由于在用树突细胞免疫后，Th1反应可以在新生小鼠中诱导Th1反应，因此T细胞不是绝对的43），Ril-12（44），CD40结扎（40），CFA（45），生活病毒（46, 47），DNA疫苗（48, 49）或cpg核苷酸（50）。同样，通过芽孢杆菌（Bacillus Calmette-guérin疫苗接种）在人类新生儿中引发Th1反应（ 51）。自CD8以来⁺ 对免疫原的T细胞反应在这些设置中进行了证明，它是合理的CD8⁺ T细胞参与了Th2活性的下调。这种建议的机制可能与“卫生假设”相关，提出了过敏性疾病发生率的目前上升与早期生命中某些病原体的暴露有关（52）。在我们的研究结果的基础上，我们建议传染病或药理学药物促进CD8⁺ 早期生命中的T细胞活性可能确实会降低发展Th2致敏和相关的特征性疾病的风险。

致谢

我们感谢Alain Le Moine博士为他在这项工作中的合作中对此手稿和Aurore de Lavareille的批判性阅读。

脚注

↵1 这项工作得到了Belgium的Fonds National de La RechercheMédicale，APôled'Tavactioninter-Uniteritaire-service-servicefédérauxdesfircores scienifies，欧洲联盟委员会的Technices et Culturelles，行动De RechercheConcertées-Devile Généralede l'enquignement非欧洲责任eT de la Recherche Scientifique-Ministčredel'delational，De La Rechee et de La形成了法国社区的比利时。 B.A.由比利时的孩子的基础资助。 V.F.是比利时的Fonds National de La Recherche Scientiquiquiquiquious的研究助理。
↵2 地址通信和转载对VéroniqueFlamand博士，实验性免疫学实验室，UniversitéLibredebruxelles，Route Lennik，808，Brussels B-1070，Belgium。电子邮件地址： Vflamand {at} ulb.ac.be
↵3 本文使用的缩写：β2m，β₂-microglobulin; ln，淋巴结。

已收到 2002年12月4日。
公认 2003年9月15日。

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